毛细管电泳技术在畜禽肉质参数测定中的应用研究

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随着生活质量的不断提高,人们对饮食的关注已经从量向质逐渐转移,动物源食物的品质,尤其是畜禽肉质的色泽和风味越来越受到广大消费者的重视,肌红蛋白和血红蛋白是畜禽肌肉的主要色素物质,肌苷酸是肌肉的主要鲜味物质,如何评定和改善畜禽肉质对研究者们来说是一项持续不断的任务。为此,本实验建立了畜禽肌肉中肌苷酸、肌苷、肌红蛋白和血红蛋白测定的高效毛细管电泳法,同时也为毛细管电泳技术在畜禽肉质参数评定中的应用提供了理论基础。1畜禽肌肉中肌苷酸和肌苷测定的高效毛细管电泳法研究1.1肌苷酸和肌苷测定标准方法的建立本实验通过4因素3水平正交设计对高效毛细管电泳技术测定肌苷酸和肌苷时毛细管电泳缓冲液离子浓度、pH值、运行电压和温度等条件进行考察,建立了同时检测肌苷酸和肌苷的高效毛细管电泳法。使用内径50μm×60cm未涂层熔融石英毛细管柱。在电泳缓冲液为20mmol·L-1磷酸氢二钾–四硼酸钠缓冲液(pH6.5),运行电压为22kV,运行温度为25℃,检测波长为248nm,进样压力为0.5psi,进样时间为6s的工作条件下,分离检测效果最好。1.2畜禽肌肉中肌苷酸和肌苷前处理方法的建立本实验通过对提取剂浓度和离心条件的筛选,建立了畜禽肌肉中肌苷酸和肌苷提取的最佳前处理条件。提取剂为7%的高氯酸溶液;离心转速为5000r·min-1;离心时间为20min。试验结果表明,肌苷酸和肌苷10min内完全基线分离;方法精密度较高,其含量相对标准偏差分别为1.72%和0.96%;在0.02~0.2mg·ml-1范围内峰面积和浓度存在良好的线性关系,其相关系数分别为0.9999和0.9994;回收率试验表明前处理方法和仪器的准确性均较高,其前加标回收率和后加标回收率分别为79.03~82.41%、74.36~80.14%和80.91~84.14%、82.75~90.00%;猪、牛、鸡和鸭肉样测定,肌苷酸含量分别为1.55±0.05、1.20±0.04、1.81±0.05和1.26±0.05mg·g-1,肌苷含量分别为0.59±0.03、0.61±0.03、0.81±0.03和1.49±0.08mg·g-1。2畜禽肌肉中肌红蛋白和血红蛋白测定的高效毛细管电泳法研究2.1肌红蛋白和血红蛋白测定标准方法的建立本实验通过4因素3水平正交设计对高效毛细管电泳技术测定肌红蛋白和血红蛋白的电泳缓冲液离子浓度、缓冲液pH值、运行电压和运行温度等条件进行了考察,建立了同时检测肌红蛋白和血红蛋白的高效毛细管电泳法。使用内径50μm×60cm聚丙烯酰胺涂层毛细管柱,在电泳缓冲液为50mmol·L-1柠檬酸-柠檬酸三钠缓冲液(pH2.6),运行电压为22kV,运行温度为20℃,检测波长为196nm,进样压力为0.6psi,进样时间为7s的工作条件下,分离效果最佳。2.2畜禽肌肉中肌红蛋白和血红蛋白前处理方法的建立本实验通过对提取剂和离心条件的筛选,建立了畜禽肌肉中肌红蛋白和血红蛋白提取的最佳前处理条件。提取剂为10mmol·L-1 Tris-HCl,1mmol·L-1EDTA,pH8.0;离心转速为10000r·min-1;离心时间为20min。试验结果表明,肌红蛋白和血红蛋白10min内完全基线分离;方法精密度较高,其含量相对标准偏差分别为0.69%和0.90%;在0.05~0.8mg·ml-1范围内峰面积和浓度存在良好的线性关系,其相关系数分别为0.9998和0.9996;回收率试验表明前处理方法和仪器的准确性均较高,其前加标回收率和后加标回收率分别为79.89~84.80%、79.52~83.65%和93.26~97.84%、90.32~97.46%;猪、牛、鸡和鸭肉样测定结果,肌红蛋白含量分别为1.26±0.01、3.98±0.03、0.99±0.01和1.02±0.01mg·g-1,血红蛋白含量分别为0.44±0.02、1.02±0.01、0.36±0.01和0.36±0.01mg·g-1。本实验建立了畜禽肉质部分参数(肌红蛋白、血红蛋白、肌苷酸、肌苷)测定的高效毛细管电泳法,该法具有准确度高、方便、快捷、成本低和污染小等优点,上述两种方法的建立对其它肉质参数的评定具有重要的理论和实践意义。
中文摘要第4-6页
英文摘要第6-7页
文献综述第12-22页
1 引言第22-23页
2 材料与方法第23-31页
    2.1 试验材料第23-25页
        2.1.1 试验样品第23页
        2.1.2 药品与试剂第23页
        2.1.3 主要仪器设备第23-24页
        2.1.4 IMP 和 INO 溶液配制第24页
        2.1.5 Mb 和 Hb 溶液配制第24-25页
    2.2 IMP 和 INO 的 HPCE 测定试验方法第25-27页
        2.2.1 毛细管柱的选择与处理第25页
        2.2.2 IMP 和 INO 紫外检测波长的选择第25页
        2.2.3 IMP 和 INO 检测标准方法试验设计第25-26页
        2.2.4 IMP 和 INO 标准曲线与线性范围的确定方法第26页
        2.2.5 IMP 和 INO 样品前处理方法试验设计第26-27页
    2.3 Mb 和 Hb 的 HPCE 测定试验方法第27-29页
        2.3.1 毛细管柱的选择与处理第27页
        2.3.2 Mb 和 Hb 紫外检测波长的选择第27页
        2.3.3 Mb 和 Hb 检测标准方法试验设计第27-28页
        2.3.4 Mb 和 Hb 标准曲线与线性范围确定方法第28页
        2.3.5 Mb 和 Hb 蛋白肉样前处理条件筛选第28-29页
    2.4 CE 方法确证性试验第29-30页
        2.4.1 选择性的考察第29页
        2.4.2 样品定性和定量方法第29页
        2.4.3 样品前处理方法准确度试验第29页
        2.4.4 仪器检测方法准确度试验第29-30页
        2.4.5 方法精密度试验第30页
    2.5 结果计算第30页
    2.6 数据处理与分析第30-31页
3 结果与分析第31-59页
    3.1 畜禽肌肉中 IMP 和 INO 测定的高效毛细管电泳法第31-45页
        3.1.1 CE 检测 IMP 和 INO 标准方法的建立第31-40页
        3.1.2 畜禽肌肉中 IMP 和 INO 样品前处理方法的建立第40-41页
        3.1.3 CE 测定 IMP 和 INO 方法确证性试验第41-44页
        3.1.4 畜禽肌肉样中 IMP 和 INO 测定试验第44-45页
    3.2 畜禽肌肉中 Mb 和 Hb 测定的高效毛细管电泳法第45-59页
        3.2.1 CE 检测 Mb 和 Hb 标准方法的建立第45-54页
        3.2.2 畜禽肌肉中 Mb 和 Hb 样品前处理方法的建立第54-55页
        3.2.3 毛细管电泳测定 Mb 和 Hb 方法确证性试验第55-57页
        3.2.4 畜禽肌肉样中 Mb 和 Hb 测定试验第57-59页
4 讨论第59-66页
    4.1 畜禽肌肉中 IMP 和 INO 测定的 HPCE 法分析讨论第59-62页
        4.1.1 毛细管柱选择第59页
        4.1.2 紫外检测波长的选择第59页
        4.1.3 最佳 pH 值范围的选择第59-60页
        4.1.4 最佳离子浓度范围的选择第60页
        4.1.5 最佳运行电压范围的选择第60-61页
        4.1.6 最佳运行温度范围的选择第61页
        4.1.7 不同前处理条件对提取结果的影响第61页
        4.1.8 肉样测定结果分析第61页
        4.1.9 毛细管电泳法确证性试验第61-62页
    4.2 畜禽肌肉中 Mb 和 Hb 测定的 HPCE 法分析讨论第62-66页
        4.2.1 毛细管柱的选择第62页
        4.2.2 紫外检测波长的选择第62-63页
        4.2.3 运行缓冲液类型的选择第63页
        4.2.4 最佳离子浓度范围的选择第63页
        4.2.5 最佳pH 值范围的选择第63-64页
        4.2.6 最佳运行电压范围的选择第64页
        4.2.7 最佳运行温度范围的选择第64页
        4.2.8 不同提取剂对提取结果的影响第64页
        4.2.9 肉样测定结果分析第64页
        4.2.10 毛细管电泳确证性试验第64-66页
5 结论第66-67页
参考文献第67-73页
致谢第73-74页
作者简介第74-75页
在读期间发表的学术论文第75页
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